研究细胞的增殖与存活，也算得上是许多实验室的日常。细胞长快了还是长慢了，变多了还是变少了，是一项非常直观的功能指标。其中，数细胞当然是最直接的方法。然而，有时候因条件限制，或者实验设计的特殊性，直接进行细胞计数可能会变得相当麻烦。这时候，我们就要学会选择其他的方法。这篇文章将给各位罗列目前常用的研究手段，并分别讲解其中的优劣。
正如前文所讲，细胞计数是最直接的方法。在大多数情况下，这也是最可靠的方法。过去，当自动化设备还未成熟之前，数细胞是用血球计数板（Hemocytometer）来实现的。它的原理是，将细胞悬液载入到一块只能容纳固定体积的玻片夹层中，后在显微镜下计算细胞数量，从而换算出原始的细胞悬液浓度。传统血球计数板还划了许多不同的分区，每种分区中的单位面积不一，而由于玻片夹层的高度是一致的，因此不同分区还能代表不同的体积，以方便计数与换算。
为了在光镜下区分死细胞和活细胞，我们还能结合台盼蓝（Trypan blue）染料进行计数。台盼蓝无法自由穿透活细胞的细胞膜，而由于死细胞的细胞膜受损，就会被染成蓝色。
但是，手工计数实在太蛋疼了。好在目前有自动化的计数器来帮我们减轻负担。它的主要原理和传统血球计数板是一致的，只不过仪器在计数时，是先对计数板拍一张照片，然后用软件程序去识别其中的细胞后计数。入门级的自动细胞计数仪（如下图右边的Bio-Rad TC20，我目前所在的实验室在用）只能进行常规的细胞计数，兼容台盼蓝法。而高端的细胞计数仪（如左边的Life Technologies Countess II FL）还兼容荧光染料，能对不同荧光标记的细胞区分计数。
无论是自动还是手动的血球板计数器，都有一个共同的缺点：线性范围太窄。根据仪器参数以及个人使用经验，当细胞浓度低于1×10^5/ml时，计数便不准确，变异度极大。而当高于3×10^6/ml时，除了变异度增大外，计数时间也会显著延长，有时甚至要1分钟以上才能读完。而就算是在线性范围内，其变异度也是不小的。根据经验，线性范围内，不使用台盼蓝，同一份样品应该至少计数4次。而使用台盼蓝，则至少应该计数8次。另外值得注意的是，不少自动血球计数器，都是使用一次性耗材的。就算不用一次性玻片，每计一次便要清洗、吹干，也是烦人。
目前市面上还有另外一类自动细胞计数器是基于库尔特原理的。简单来说，这是一种测量电阻值改变从而计算细胞数量的方法。在恒流的电路中，当细胞穿过小孔时，会导致局部电阻发生变化。因此，只要检测电阻变化的次数，就能得到细胞的数量。同时，由于电阻值变化的幅度还与细胞的直径相关，因此就算是混杂的细胞群体，只要其直径有差异，也能被区分计数。
库尔特计数器是细胞计数的金标准，迅速而准确，但仪器的造价往往非常昂贵。目前也有廉价、小型化的库尔特计数器。如下图的Millipore Scepter 2.0，以前在国内的实验室用过，计数结果可靠，线性范围也较上述的基于血球板的宽。
如果实验是在微孔板中进行的话，直接进行细胞计数就不是那么方便了。其中一个解决方案是测量细胞群体生物量的变化。这一类方法的主要思想是，假定每一个细胞的某种有机物含量是相近的，那么当细胞数量变多或者变少了，该有机物的总量也会发生相应的改变。
对于高通量实验来说，用DNA含量来代表细胞数是一个比较理想的指标。尽管在细胞周期的不同阶段，一个二倍体细胞的DNA含量有会在2N~4N之间来回变化，但由于细胞周期分布主要处于G1期，因此总体而言，即使处理因素对细胞周期影响巨大，也不会对该指标造成难以接受的改变。
经典的方法是采用DNA染料（如Hoechst系列）染色后，通过荧光酶标仪读取。一般而言，如果将微孔板的细胞裂解、将DNA释放出来后再进行染色，能够得到较宽的线性范围。还有一类方法是在活细胞中进行的，但这需要荧光酶标仪具备读取底部荧光的功能。后一类方法，线性范围通常比较窄。此外，一些高通量筛选仪器带有影像功能，可以通过拍摄荧光着色的细胞核后进行计数。目前，Molecular Probes（又双叒叕是Thermo Fisher旗下的）推出了数款名为CyQUANT的试剂盒，采用了比Hoechst更加灵敏的核酸染料，有兴趣的不妨试试。
虽然测量DNA来估算细胞数非常靠谱（线性范围宽，又不依赖于细胞的代谢变化），但试剂通常比较昂贵。而且荧光测定需要在底部透明的黑色多孔板中进行，耗材也是不便宜。
经费紧张的实验室，可以考虑走另外的路线。除了DNA之外，蛋白质含量也是相对比较稳定的指标。而目前测量蛋白质含量既简单又靠谱的方法，当属BCA法了。这个方法实现起来也比较简单：将培养基去除之后，加入诸如RIPA等细胞裂解液处理一段时间后（可冻融一次增强裂解效果），直接加入BCA测定混合液即可。通过对比标准曲线，就可以得知组间的蛋白量差异，进而间接代表细胞数的差异。值得注意的是，某些实验处理因素会影响总体蛋白含量，比如抑制了mTORC1信号通路，将会显著抑制蛋白翻译，造成细胞总体蛋白水平降低。
另外一个经典的生物量指标是ATP。这一类方法以Promega的CellTiter Glo试剂盒为代表。简单来说，是将萤光素酶和底物混合到细胞裂解物中，由于该生物发光反应需要ATP的参与，因此就能通过测量生物发光的强度来代表ATP含量，进而间接代表相对细胞数量。然而值得注意的是，如果实验处理因素本身会改变ATP含量（比如干扰了糖代谢、三羧酸循环等），就会导致该指标失去指示相对细胞数量的意义。
氧化还原反应，是细胞最基本的生化反应之一，其代谢通量也是相对稳定的。因此，只要想办法评估氧化还原反应强度的差异，就可以估计细胞数量的差异。这种方法的经典原理是，利用细胞的氧化还原酶，将指示剂转变为有颜色的物质，并测定颜色的深浅（吸光度或者荧光）。过去，MTT是颇受欢迎的方法。但MTT的还原产物是不溶的结晶，需要额外的溶解步骤方能测定，因此目前越来越多人使用产物为水溶性的试剂，如WST-8（即CCK-8）。
基于氧化还原代谢标记的方法，高效而廉价，但是当实验处理因素会严重影响细胞的氧化还原反应（如影响NADH和NADPH的代谢），以及培养基中含有较多氧化物或还原物（如所测试的药物具有强还原性或氧化性）时，就会严重干扰测定。
前面所提到的所有研究方法，均是通过细胞数量的变化来研究细胞的增殖。但有没有一种方法，可以直接地反映细胞的增殖活性呢？答案是肯定的。
我们知道，细胞增殖，其实就是由一变二的过程，几乎所有的生物分子都要复制一份。其中逃不了的，便是DNA的复制。DNA链的基本单位是脱氧核糖核苷酸，于是只要使用带有特定标记或修饰的核苷类似物加入细胞培养物中，再检测掺入的量，即可知道活跃增殖细胞的比例。这项技术最早采用的是放射性同位素标记的方法，即将胸腺嘧啶脱氧核苷带上氚标记（3H-Thymidine，可以只掺入DNA而不掺入RNA）。而为了避免使用放射性物质，时下较为流行的方法是用溴化尿嘧啶脱氧核苷（BrdU），或者乙炔基尿嘧啶脱氧核苷（EdU）来实现。其中，EdU最适合于短时间的活细胞研究。 这三种方法各有优缺点，见下表总结：
这一类方法，同样利用了细胞增殖一分为二的特点。假如一种外源物质，能稳定地存在于细胞中，不被降解，而且没有毒性，那么当细胞一分为二后，就会将这种物质稀释。每经历一个细胞周期，这种外源标记就会被对半稀释一次。因此只要测定标记被稀释了多少次（或者说，强度降低了多少），就可以知道细胞经历了多少个周期。
目前最为广泛使用的是与蛋白质结合的染料，如CFDA-SE，CellTrace Violet等。这一类染料能与细胞膜和细胞内部的蛋白质不可逆地结合，荧光信号强，细胞毒性低。
也有研究者使用亲脂性标记，如PKH67、PKH26等。这一类染料具有长链的亲脂基团，能嵌入到细胞膜的磷脂双分子层中。不过，由于这一类染料使用起来不如蛋白质结合染料方便，且不能标记细胞内部因而信号较低，所以通常只用于细胞膜标记，而较少拿来做增殖研究。
这一大类方法，通常用于长时程追踪细胞的增殖状况（或者细胞示踪），并且兼容活体动物实验。不过最终的数据采集，需要借助流式细胞仪。而数据分析，也需要使用特殊的带有增殖分析功能的软件来拟合曲线. 基于分子标记的表达
上述四大类方法，均是在活细胞、活组织中进行的。但如果面对的是类似石蜡切片、冰冻切片等已经失去活性的样本，就只能利用免疫染色的方法来观察活跃增殖分子标记了。